No więc na początek kilka słów wyjaśnienia. Kiedy zakupiłem pod koniec zeszłego roku swój pierwszy mikroskop, nasz nieoceniony Admin wymyślił coby moje dochodzenie do wprawy mikroskopowej upublicznić w formie pytań i odpowiedzi dotyczących napotkanych problemów - ku uciesze tych co już mikroskopu się nie boją, ku przestrodze tym, którzy jeszcze nie wiedzą czym kończy się grzybomaniactwo, a ogólnie w celach dydaktyczno-szkoleniowych. Pomysł świetny, więc - ze sporym poślizgiem, ale o tym za chwilę - zakładam wątek pod tytułem "Step by step mikroskopowania w praktyce" tudzież "Cierpienia Młodego Mikroskopowicza".
Na bioforum w kwestii mikroskopowania w zasadzie wszystko już jest i wszystko da się znaleźć, ale myślę, że takie do bólu praktyczne przedstawienie całej drogi, od zakupu do pierwszych, zakończonych sukcesem oznaczeń, kiedyś, komuś może się przydać.

KROK PIERWSZY ( BOLESNY) - ZAKUP MIKROSKOPU

Swój pierwszy mikroskop kupiłem na portalu E-bay. Był to starego typu, używany, ale podobnież w pełni sprawny Studar produkcji PZO. Pierwsze podejścia do mikroskopu szybko pokazały nagą prawdę - mikroskop był trefny. Męczyłem się z tydzień, zanim zasięgnąłem opinii znajomego z mikro-serwisu Akademii Medycznej. Mikroskop miał totalnie spieprzoną optykę. Wg słów znajomego najpewniej komuś spadł na ziemię i został sprytnie "naprawiony" tylko i wyłacznie w celu szybkiego pozbycia się go. Próbowałem dochodzić swych praw konsumenckich, ale - jak łatwo się domyślić - bez efektu. W końcu sprzedałem go wspomnianemu znajomemu "na części", za ułamek tej kwoty, którą zapłaciłem.
Parę dni temu zakupiłem nowy mikroskop "Genetic Bino". Zakupiłem akurat ten, bo na bioforum polecała go i Ania i Marek - uznałem, że to wystarczajaca rekomendacja.
Tak więc w trakcie zakupu sprzętu używanego radziłbym szczególną ostrożność, a przede wszytskim KONSULTACJE z forumowiczami. Bezwzględne, pełne i dogłębne konsultacje!!!! Ja tego nie zrobiłem i był to poważny błąd. Prócz strat finansowych, nawet chwilowo zniechęciłem się do mykologi przez mikroskop do tego stopnia, że aż pojechałem... na ryby:-)))))
Genetic Bino ma to wszystko co powienien mieć mikroskop dla początkujacego: binokular, stałe źródło światła i wystarczajacy zakres powiększeń. Jego cena oscylująca w okolicach tysiąca złotych też jest przyzwoita i zakup raczej nie wpędzi rodziny w kilkumiesięczne żywienie się wyłącznie pasztetową i kartoflami w mundurkach.

KROK DRUGI (JUŻ MNIEJ BOLESNY) - WYPOSAŻENIE DODATKOWE

Mam już mikroskop i mam komplet potrzebnych szkiełek. Do tego mam kilkaset suszek i wysypów z zeszłego sezonu. Chciałbym zrobić pierwszy preparat. Na początek wezmę szczyptę, czystych, "wysypanych" zarodników i je pooglądam. O tym jakie mają to być zarodniki i jak zrobić ów preparat - nieco później. Na razie nie wiem co jeszcze prócz szkiełek jest mi potrzebne. Odczynniki chemiczne? Gdzie je zakupić, jakie i po co są mi one potrzebne?

Świetnie, że ruszyłeś ten tamat.

Właśnie potrzebuję motywacji aby pokończyć, pouzupełniać artykuły "wejście w mikroskopowanie step by step" więc cóż może być lepszego jak poczuć jeszcze raz to co się samego kiedyś przeżywało - i ja miałem kilkumiesięczne okresy marazmu i zwątpienia mikroskopowoego i to kilkukrotnie bo
jak się ku zgrozie przekonałem mam ciągoty nie tylko do dygresji ale i do perfekcjonizmu - a to jest zabójcze dla efektywności

ale do rzeczy (choć po kolei) albowiem
....

zacznę od pytań kroku drugiego - pierwszy preparat

trafnie typujesz - aby były to zarodniki - na początek weź może coś z okolic Strophariaceae, Cortinariaceae, Coprinus, Psathyrella
bo zarodniki są kontrastowe (wybarwione) często mają urzeźbienie lub choćby wydatne pory rostkowe

dobre to dla zdobycia satysfakcji i atrakcyjnego wyglądu preparatu przy pierwszym podejściu

co potrzebne:
- szkiełko podstawowe
- szkiełko nakrywkowa
- kropelka wody
- zapałka lub wykałaczka lub igła preparacyjna - coś

technika, procedura postępowania ....

1. kładziesz na biurku szkiełko podstawowe, umieszczasz na jego środku kroplę wody

2. pobierasz trochę zarodników z wysypu przytykając do nich zwilżony koniec zapałki/wykałaczki/igły preparacyjnej i przenosisz je do kropli na szkiełku podstawowym - taplasz kilka razy

3. kładziesz na kroplę szkiełko nakrywkowe

4. kładziesz na stolik mikroskopu - wjeżdzasz szkiełkiem +- pod obiektyw (ustawiasz obiektyw x10) - patrzysz w okulary - ustawiasz ostrość

(tu szersza dygresja w kolejnym poście)

5. wyszukujesz interesujące miejsce do dokładniejszych obserwacji

6. przełączasz na obiektywy o wyższym powiększeniu

...

ciąg dalszy (z obszernymi komentarzami i dygresjami) po uśpieniu dziecka

----
Te dygresja to moje notatki (stąd dość chaotycznie) reczej na potrzeby "porządnego arytkułu"


dygresje do pkt. 1

wodę można trzymać np. w buteleczce do lekarstw z zakraplaczem

im mniej wody tym lepiej - nadmiar należy ściągnąć np. przytykając róg kawałka papieru toaletowego/chusteczki

co to znaczy odpowiednia ilość wody - tyle aby wypełnić przestrzeń pod szkiełkiem - jak za dużo to szkiełko pływa a zarodniki latają
jak za mało to efekty wysychania perparatu mogą być już po minucie - powietrze wchodzi od brzegów szkiełka i zarodniki też latają w prądach przesuwającego się medium

co robić jak okaże się po położeniu szkiełka nakrywkowego że jest zadużo - można ściągnąć przytykając róg suchej chusteczki/papieru toaletowego do brzegu szkiełka - dzięki włoskowatości woda będzie wysysana spod szkiełka do papieru - ale uwaga jeśli zależy nam na zarodnikach w prapracie - możemy je w ten sposób w znacznej liczbie usunąć z preparatu - wtedy lepiej odstawić na kilka/kilkanascie minut preparat na bok - w tym czasie woda w dużym stopni wyparuje - uwaga nie czekać zbyt długo bo wyparuje w całości - dzieje się to dość szybko (kwestia minut)

do pkt. 2
może się zdarzyć że masa zarodników jest dość hydrofobowa (pływa po powierzchni kropli i opornie tonie) lub składa się ze zbrylonych mikro-grudek

na jedno i drugie pomaga a) poczekać b) dodać do wody trochę detergentu c) nieenergicznie pomieszać potaplać

spotkałem się też z radą - dodać trochę alkoholu - łączenie kropli wody z kroplą alkoholu nie jest dobre - powstają różne dzikie prądy i strumienie cieczy - zarodniki lądują z powierzchnia gdzieś na obrzeże, trudno ty wymieszać bądź kropla za bardzo rozpływa się po szkiełku
już lepiej stosować gdy trzeba detergent konwencjonalny

do pkt. 3.
pęcherzykami powietrza jakie zostaj pod szkiełkem nie należy się bytnio przejmować, część można "wypukać" po przykryciu szkiełkiem nakrywkowym z wyczuciem opukując jego powierzchnię odwrotną stroną długopisu/ołówka/igły preparacyjnej



z podawanych technik jak kłaść szkiełko aby nie było pęcherzyków powietrza żadna nie działa idealnie, sprawdza się zgrubsza tylko reguła że im wolniej tym lepiej

pkt. 4, 5. 6.
kwestia ustawiania oświetlenie --- tu prośa do spinmastera ale w kolejnym poście

zabezpieczenie i radzenie sobie z wysychaniem perapratu podczas oglądania - to temat na dłuższą wypowiedź - są tu dobre, praktyczne rozwiązania - o niektórych jeszcze nie pisaliśmy

pierwsza prośba - napisz jak ci idzie, co zrozumiałe a gdzie wątpliwości

druga prośba - czy do swojego mikroskopu dostałeś instrukcję - co i czy jest w niej na temat ustawiania oświetlenia

jeśli można zapodaj zdjęcie mikrokopu - od frontu i z boku

zarodniki obserwuje się zasadniczo w dwóch celach -

- jakościowym - określenie kształtu, wyraźności pory rostkowej, rodzaju urzeżbienia powierzchni, ewentualnie barwy, ziarnistości wnętrza

- ilościowym - określenie rozmiarów

obie grupy określonych cech często występują w kluczach

pytanie - czy masz już możliwość mierzenia zarodników - okular pomiarowowy, możliwość wyskalowania podziałki w okularze?

co od oczynników chemicznych w mikroskopowaniu

czy i co potrzebne to zależy od grupy grzybów - wiele obserwacji możesz robić w wodzie

dla stwierdzenia niektórych cech u niktórych grzybów będziesz potrzebował przede wszystkim Melzera

(vel Lugol, IKI) - najprościej jak ci zrobią/sprzedadzą w aptece z recepety którą wypisze znajomy lekarz

reszta to już kwestia bardziej kosmetyczno-praktyczna:

- dla barwienia elementów które są bezbarwne, słabo kontrastowe i przez to niewdzięczne w obserwacji - barwniki - jest tego sporo na różne okazje ale w praktyce najczęsciej stosuje się amoniakalny roztwór Kongo Red, szybko barwi, dość równo, jest dość uniwersalny

dalej wg. gustu może to być laktofenol z błękitem metylowym (Cotton Blue) - ładnie barwie, przydatne zwłaszcza dla długo (dni, tygodnie, miesiące) nie wysychających prepratów

Cresyl Blue (CRB) - lubię tym barwić żywe preparaty bo nieraz fantastyczne efekty - ale nie zawsze się sprawdza bo ma tendencję do nierównego barwienia i zbyt intensywnego przy grubszych sprawach (skrawki blaszki, sk. kapeluza )

o barwnikach wyprodukowałem swego czasu artykuł:
http://www.grzyby.pl/slownik-odczynniki.htm


skąd wziąść - nie warto kupować - bo barwniki są w handlu w ilościach dla instytutu na lata i trochę kosztują - dostaniesz gotowe do użycia roztwory od kogoś - mnie, Ani, jeszce kogoś kto jest blisko i będzie chętny z pomocą?)



jeszcze o namaczaniu
do zarodników wystarcza woda
tak samo do perapratów ze świeżych grzybów

w przypadku skrawków z eksykatów (blaszki, sk. kap. itd.) dobrze jest umieścić takowy w kropli kilkuprocentowego roztworu KOH (NaOH) lub amoniaku (ale ten mniej wygodny bo szybko wietrzeje z buteleczki
wtedy komórki szybko (w ciągu minut) pęcznieją i odzyskują +-pierwotne kształty przed nałożeniem szkiełka dobrze jest przenieść do kropli wody - raz aby się zbytnio nie zmacerowała tkanka - dwa że wysychając roztwór zasady tworzy masę kryształów - a takie mrozowe wzorki w preparacie nie są potrzebne

w linkowanym wyżej artykle są też recepty - jakby ktoś miał robić roztwory "od zera"

Po co recepta na płyn Lugola??? Mi sprzedali bez... ;-)

jeszcze fotka zestawu "więcej niż potrzeba" do zrobienia preparatu


fot. 3-3545

do zabawy z suszkami wystarczy to co w wyjętych buteleczkach : woda, kilkuprocentowy KOH, Lugol i ewentualnie laktofenol z błękitem metylowym (bł. bawełniany, Anilinblau)

igły preparacyjne, połówka żyletki

szkiełka przedmiotowe i nakrywkowe

etanol służy do mycia

poza kadrem jest rolka papieru toaletowego - po polaniu kroplą etanolu przeciera się igły, szkiełka, żyletki aby zetrzeć resztki tego co wcześniej się obrabiało

w przypadku mikrofotografii szkiełek nie odzyskuję, używam jednokrotnie, raz ze szkoda czasu na czyszczenie (są dość tanie - kupować nie chińskie a np. Menzela zwykłe w hurtowniach lekarskich np. Cezal), dwa że po czyszczeniu i tak będą brudne z punktu widzenia mikrofotografii

do obserwacji ocznej szkiełka można używać wielokrotnie z powodzeniem


po lewej stronie widać podstawę i zasilacz mikroskopu stereoskopowego - rzecz niekonieczna ale przydatna w przypadku preparatów z dużych grzybów, niezbędna w przypadku mniej-niż-milimetrowego drobiazgu jakim interesuje się np. Piotrek

w zbiorczym pudełku żywnościowym 4L (dla ochrony przed kurzem) widać, obok buteleczek z mediami, także dodatkowe, silnie powiększające okulary (x25) do mikroskopu stereoskopowego, w praktyce rzadko użyteczne, większe pole widzenia jest przy standardowych x6.3

(wiadomość edytowana przez marek 28.marca.2006)

"Zapodaję" fotki mikroskopu. Jest do niego instrukcja ale mocno ograniczona. W zasadzie jak włączyć, jak poskładać i jak wymienić żarówkę:-)))

KROK TRZECI (EKSCYTUJĄCY) - MÓJ PIERWSZY PREPARAT

Ściśle według Twoich, Marku zaleceń przygotowałem preparat. Wziąłem zarodniki łysiczki łuskowatej (dawnego pierścieniaka), bo

raz, że tak kazałeś, a dwa - fajne zdjęcia tych zarodników znalazłem na necie.



Na początek chciałem porównać zarodniki, które gdzieś

już wcześniej widziałem i których opis znam - po to by ocenić mój osobisty stopień percepcji w tej materii i jednoznacznego określenia

cech oglądanych zarodników. Później spróbuję samodzielnie obejrzeć i OPISAĆ inne zarodniki. Wtedy wyjdzie, czy to co uznano za

owalne jest owalne i dla mnie, a to co gładkie i ja widzę jako gładkie.
Wjechałem szkiełkiem pod okular i.... nic:-))) Zacząłem kręcić tymi wszystkimi śrubkami i wreszcie JE znalazłem!!! Piękne - moje

pierwsze osobiste zarodniki:-)))



Opisałbym je jako owalne, gładkie, brązowawo-fioletowe i tak też zostały opisane w necie.
Zarodników nie zmierzyłem. Na mikroskopie jest kupa jakichś podziałek i myślę, że któraś z nich może służyć do mierzenia. Tu mam

pytanie - czy istnieje taka możliwość. Jesli nie - to co potrzebuję by dokonywać pomiarów zarodników.
Obejrzałem je w powiększeniach do 16x40. Większe to już immersja(tak wyczytałem) czyli babranie mikroskopu jakimś mazidłem.

Tego sportu chciałbym spróbowac jutro - pewnie potrzebuję czegoś do późniejszego czyszczenia okularów - co będzie najlepsze?

dzięki za fotki, po kolei, najpierw o mikroskopie

widzę, że jest tam najpewniej oświetlenie w typie tego jakie jest w PZO Studar

jest dla mnie do pewnego stopnia zagadką jak optymalnie w takim układzie ustawia się oświetlenie - pobawię się jak dotknę takiego mikroskopu lub PZO Studara

a może jest coś na ten temat w instrukcji, choćby zdanie dwa? możesz zacytować?



odnośnie regulacji upewnię się czy:
- nie ma niczego do kręcenia, ustawiania przy wyjściu "portu świetlnego" - oznaczone jasnoniebieską pętlą

- jakichś regulacji ustawinia żarówki (a propo, jaka żarówka tam jest używana?) - obszar otoczony fioletową pętlą

- czy przy kondensorze jest irysowa przysłona (aperturowa)? - różowa strzałka

co do wybranego grzybka - to dobry wybór :)

to może być coś znacznie ciekawszego niż Stropharia squamosa - trochę to co masz jest za małe i delikatne i zarodniki bardziej krępe; możę jakaś niebanalna Psilocybe ?

zarodniki S. squamosa były ostatnio pokazane przy okazji zabawy ze stereoparami:
https://www.bio-forum.pl/messages/33/29748.html

w kolejnej wersji atlasu grzybów (czyli za kilka, kilkanaście dni) na tej stronie
www.grzyby.pl/koti/foto/znalezisko-19990929.12.99.htm
będzie trochę ciekawych mikrofotek S. squamosa
między innymi ta fotka

fot. 060322-3426

pomiar zarodników oczywiście w takim wypadku wysoce wskazany

to co pokazane na 060322-3426 to cystydy ostrza blaszki (cheilocystydy) i trochę zarodników

zanim przedstawię technikę mierzenia (to będzie osobny wątek) uwaga o wyborze zarodników do pomiaru
a. nie powinno się pomijać jakiś zarodników przy mierzeniu tylko mierzyć jak leci - wtedy gdy pomiary dotyczą w miarę losowo wybranych zarodników statystyka zaczyna mieć sens
ale
b. zarodniki muszą być właściwie ułożone np. jak stoją "na głowie" lub są dość wyrażnie pochylone dłuższą osią w stosunku do płaszczyzny preparatu to mierzymy nie wiadomo co

i tu przechodzimy do zagadnienia jakie strony ma zarodnik jakie elementy dają się zauważyć w jego budowie (uwaga: zwykle są to subtelności niestotne przy pomiarach dla oznaczania, za wyjatkiem wybitnie niesymetrycznych zarodników w osiach grzbiet-brzuch a bok-bok u niektórych gatunków np. u niektórych Psilocybe)

zarodnik ma końce - w przypadku podstawczaków - w pobliżu jednego z końców był kiedyś przyrośnięty do sterygmy na podstawce - tam często pozostaje dzióbek (nie u wszystkich rodzajów podstawczaków wyraźnie widoczny) na przeciwległym końcu może być zaznaczona pora rostkowa (germ pore) - u Strophariaceae często jest duża i b. wyraźna

zwykle zarodnik jest w miarę zbliżony kształtem do bryły obroteowej +- elipsoidy

ale może też np. być mniej lub bardziej spłaszczony grzebieto-brzusznie, co jest częste u Strophariaceae

gdzie ma grzbiet, gdzie brzuch a gdzie bok?

stronę brzuszną ma tam gdzie dzióbek, reszta odpowiednio
np. na poniższej fotce zarodnik w lewym dolnym rogu jest ułożony bocznie (side-view) pozostałe mniej więcej frontalnie (frontal view)

gdyby "stał na głowie" byłby w widoku biegunowym (polar-view)


fot. 060322-3439

we Flora Agar. Neerlandica definiują osobno
width - jako szerokość w położeniu bocznym
breadth - jako szerokość w położeniu frontalnym

w potocznym angielskim zakres znaczeniowy width/breadth jest tożsamy :)
czy jest to jakoś systematycznie rozróżniane w polskiej literaturze?

o kierunkach góra, dół zarodnika kiedyś Ania pisała, generalnie takie określenia są wybitnie niejasne, bo każdy może czynić inne założenie

więc nieco od dzióbka w kierunku odleglejszego końca zarodnika może znajdować się (np. u Russulales) wyróżniający się obszar np. mniej ornamentowany, inaczej wybarwiający się zwany łysinką (suprahilar plage) lub zapadnięty (suprahilar depression - widoczne w położeniu bocznym)

odpowidając na Twoje pytanie - zapewne nie masz obecnie możliwości mierzenia z mikronową dokłądnością, to co możesz mieć z miarek to skala milimetrowa posuwu stolika, co najwyżej noniuszem i skala na posuwie pionowym, do pomiaru mikro obiektów to się nie przydaje (o wyjątku odnośnie grubości nie będę pisał bo to nie ma praktycznego zastosowania w mykologii)

wątek o technice pomiaru się kiedyś otworzył
https://www.bio-forum.pl/messages/33/7223.html
za chwile go uzupełniam
o obrazki i praktyczne rady co zrobić

Odpowiadam na pytania dotyczące "zakreskowanego" mikroskopu. Mam przysłonę irysową - działa bardzo płynnie. Rozjaśnia albo ściemnia obraz.

Cytuję wszystko co pisze w "instrukcji" o świetle (....istnieje możliwość regulowania światła za pomocą przysłony irysowej, znajdującej się pod stolikiem...)

W obszarze zakreślonym na niebiesko i fioletowo nie ma nic co służyłoby do kręcenia czy jakiejkolwiek regulacji.

Żarówka - 12V, 20 W

dzięki

czyli jest to przysłona aperturowa kondensora, w okolicy na którą wskazuje różowa strzałka na obrazku w poprzednim poście

co robi ten dzyndzel opisany CO TO na obrazku poniżej?



najpewniej układ oświetlający w tym mikroskopie może realizować tzw. oświetlenie krytyczne
(są dwa optymalne ustawienia oświetlenia w mikroskopie: "krytyczne" i "wg. Abbego")

czy możesz wykonać taką próbę:
1. ustaw obj. x10, nastaw ostry obraz preparatu w okularze
2. pojeźdź w górę i w dół kondensorem, nie mam 100% pewności czy PK to pokrętło ruchu pionowego kondensora - czy tak?)

jeśli kondensorem można jeżdzić góra-dół
to
czy przy jakimś ustawieniu wysokości kondensora, w pewnym momencie widać w okularze nakładający się na obraz preparatu obraz źródła światła (jeśli za żarówką nie ma matówki to będzie to powiększony obraz żarnika, jeśli jest matówka to może będzie widać jej strukturę) ?

proszę też bardzo Anię Kujawę o wykonanie analogicznego testu na swoim Studarze, podobnie Piotrka Perza
i podzielenie się informacją co wychodzi
ci co mogą robić fotkę przez okular niech to pokażą co wtedy widać


doświadczenie to przyda się w kolejnym wątku o optymalnym oświetleniu, bo tu nałatwiej skopać jakość obrazu - co szczególnie odbija się na jakości obrazu na mikrofotografiach

ok, wracam dokończyć wątek o mierzeniu pod mikroskopem

tak jeszcze sobie czytam i proszę też przy ruchu kondensorem zaobserwować czy w pewnym (innym) momencie w polu widzenia okularu nie widać też czegoś innego (otworu kolektora?)

Twoje oznaczenie kondensora na moim mikroskopie jest właściwe. PK to wdług instrukcji śruba mikrometryczna. Ja tym łapię ostrość. Natomiast to duże pokrętło nad PK to wg instrukcji śruba makrometryczna. Kręcąc nią - cały stolik razem z kondensorem jeździ góra-dół.
To co oznaczyłeś CO TO? nie mam pojęcia. W instrukcji nic na ten temat nie pisze. Na rysunku w instrukcji strzałka wskazująca +/- to miejsce jest opisana jako "przysłona irysowa oraz pierścień do zamocowania filtrów". COTO jest wystającą wajchą umocowaną w prowadnicy, którą można przesunać o jakieś 180 stopni. Przesuwanie nie powoduje żadnych widocznych zmian obrazu. Tak więc nie wiem co to jest i do czego służy.

Po przeprowadzeniu testu, w którymś momencie obraz wyglądał tak:



Całe pole widzenia stało się mniej więcej takie. Żadnych innych obiektów nie widziałem.

ok, to już pewnie wiemy gdzie jest śruba makro i mikro zmiany odległości obiektyw-obiekt czyli do ogniskowania (nastawiania ostrości)
przy śrubie mikro stolik/preparat też jeździ w górę i w dół tyle że b. powoli, znaczy mało na jeden obrót śruby mikro

to z wajhami przy kondensorze chciałbym wyjaśnić - skoro jest - to do czegoś służy,

czy możesz zrobić zdjęcie części podstolikowej z kondensorem w zblizeniu i nieco bardziej "od spodu" niż zdjęcie ogólne które dałeś wyżej

na zdjeciach musi być widoczna tajemnicza wajha i pokrętło przysłony irysowej kondensora

przy okazji zrób też "z ukosa" zbliżenie "portu świetlnego"

i zajrzyj pod spód podstawy mikroskopu czy nie ma tam jakichś regulacji


co do zdjęcia testowego to jak rozumiem jeździłeś przy pomocy śruby makro i/lub mikro - zakładam narazie że nie ma możliwości ruchu kondensora w pionie względem stolika - o to chodziło w tym doświadczeniu
tak że to zdjęcie raczej nic nam nie mówi

dla testujących Studara:
w PZO Studarze o ile pamiętam będzie możliwa zmiana odległości kondensor-preparat przy nastawionym ostro obrazie preparatu czyli bez zmiany oldegłości obiektyw-preparat

Zdjęcie testowe robiłem dokładnie jak kazałeś. Ponizej fotka "portu świetlnego"



oraz tajnej wajchy. Wiem co robi wajcha, ale nie wiem jaki jest tego efekt. Fota pierwsza to wajcha w położeniu - umoweni zerowym. Fota druga to wajcha przesunięta prowadnicą do końca. Poprzez przesunięcie kondensor (chyba to on) wysunął się w dół o jakiś 1 cm. Czy aby nie o to chodziło w teście?

Pozwolę sobie się wtrącić. Mam identyczny mikroskop i już go nieco "rozpykałem". Mianowicie wajcha "CO TO" to regulacja wysokości położenia kondensora. Zmieniając odległość kondensora od stolika można w pewnym momencie wychwycić obraz matówki. Czarny dynks to pokrętło przesłony irysowej. Natomiast czarny "cycek" (sorka za wyrażenie :-) na samym dole kondensora umożliwia zainstalowanie np. filtra barwnego

Z mikroskopu jestem bardzo zadowolony tylko mam mały "kłopocik". Mianowicie urządzenie do przesuwu preparatu w stoliku krzyżowym jest zamontowane ciut za wysoko. Nie mogę tego za żadne skarby wyregulować i efekt jest taki, że muszę stosować dość grube szkiełka podstawkowe bo te cieńsze leżą pod mechanizmem przesuwającym. Nie wiem czy to jest wada tylko mojego egzemplarza - tu pytanie do Spinmastera czy w Twoim mikroskopie jest tak samo. Sorka że zboczyłem z tematu, w razie czego Marku Adminie wywal ten mój post.

Wojton,

mam PZO i ten sam kłopot.

Kupiłem szkiełka 1 mm grubości i jest OK. Tyle że nie wiem czy 1 mm do grube czy cienkie szkiełko :-)))
Wojton - do czego służy wajcha COTO prócz wychwytywania obrazu matówki?

KROK CZWARTY (NIEOSTRY) - IMMERSJA

Zrobiłem preparat z wysypu grzyba którego nierozpoznałem z okolic Paneolus/Psathyrella. Ściśle według "rozkładu jazdy" Marka dokonałem podglądu na wszystkich obiektywach, na setce immersyjnej kończąc. Oto efekt: zarodniki w kolorze +/-brązowym w kształcie cytryny z jasnymi plamami na obu końcach - na jednym plamka jest mała i wypełnia niewielki dzióbek, na drugim raczej płaskawa. Wielkość - nieco mniejsze niż zarodniki Stropharia squamosa:-))









Problemów napotkałem kilka. Po pierwsze na immersji preparat znacznie lepiej wyglądał przez okular x10 niż przez okular x16. Był ostrzejszy. Ogólnie w trakcie immersji z ostrością było dużo gorzej niż przy mniejszych powiększeniach. W trakcie żonglowania całymi dwoma okularami jakie były w zestawie okazało się, że w jednym z okularów x10 na soczewce jest jakaś krecha. Prosta, sięgajaca do środka soczewki. To do czegoś służy, czy też jest to skaza, rysa, pęknięcie?
Czy jest sens zakupu okularów o większej mocy, np x25 i czy to poprawi jakosć obserwacji "nie na immersji"? Na przykład okular x25, obiektyw x40 - czy jeszcze dam radę złapać ostrość, czy już nie? Czy warto kupić x25 w celach obserwacji z immersją?
Jutro chciałbym spróbować zrobić preparat ze świeżego grzyba - podstawczaka i obejrzeć zarodniki oraz podstawki. Do dyspozycji mam zimówki, boczniaki lub... kupione w markecie pieczarki. Co będzie lepsze?

dzieki za wyjaśnienia, informacje i fotografie

sorry, że narazie więcej będę się pytał niż wyjaśniał

idea jest tak - skoro jest regulacja wysokości kondensora (precyzyjnie: jego odległości preparatu) i jest regulacja wielkości przysłony w kondensorze
to nie są jakieś optymalne ustawienia tych regulacji (szkoda że nie podają tego w instrukcji)

takie ustawienie jest niewątpliwie bo teroia mikroskopii podaje dwa optymalne systemy ustawienia - krytyczny i wg. Abbego

problem jest jak przełożyć terię na procedurę ustawień w konkretnych urządzeniu

w regularnym mikroskopie z przesłoną polową, aperturową, centrowaniem kondensora, żarówki itd. nie ma problemu, wiem jak to zrobić

rozwiązanie konstrukcyjne oświetlena w tym mikroskopie i Studarze jest nieco uproszczone i jest (jeszcze) dla mnie zagadką


jeszcze odnosząc się do testu i zdjęcia w poście spinmastera z 17:27
mamy niejasność komunikacyjną -
na zdjęciu nie widzę ostrego obrazu preparatu (a musi być ustawiony - pkt.1)

zrozumiałem (może źle) że przesuwałeś stolik przedmiotowy śrubą mikro (PK na fotce), tymczasem należy (jak teraz wiemy) zmieniać wysokość kondensora pod stolikiem, przy pomocy zidentyfikowanego teraz co do funkcji suwaka (na fotce niżej oznaczony jako "posuw kondensora w pionie" - i zobaczyć co (być może) będzie widać nakładajcego się na ostry obraz preparatu, ustawionego wcześniej w pkt.1


fot. 13

(wiadomość edytowana przez marek 29.marca.2006)

Otóż w mądrych książkach wyczytałem, że jest to niezmiernie istotne w otrzymywaniu ostrego obrazu. Kłopot polega na tym, że niezależnie od tego w jakim położeniu ustawię wajchę ostrość obrazu jest taka sama więc przy mikroskopowaniu mam ją w pozycji w której kondensor jest maksymalnie przybliżony do stolika. Nie umiem się tym jeszcze posługiwać, ale obraz otrzymuję ostry i wydaje mi się że jest OK. Więc niestety to pytanie proszę skierować nie do mnie a do bardziej doświadczonych użytkowników miokroskopów. Na pewno to do czegoś służy i przypuszczam, że rzeczywiście jest niezmiernie istotne :-) A tak w ogóle, to pierwszych szlifów przy mikroskopowaniu nabrałem dzięki polecanej w innym wątku (nie pamiętam gdzie) książce "Przewodnik do zajęć z fitopatologii" Błaszkowskiego która jest rzeczywiście dobra i jeżeli sobie życzysz mogę posłać Ci skany rozdziałów dot. mikroskopowania i przygotowywania próbek, jak tylko dorwę się do skanera w pracy.

Te pozycję polecał Olaras. Zaopatrzyłem się w nią i moge napisać, że się z Tobą zgadzam. Jest bardzo dobra.

Spinmaster, to nie skaza, pęknięcie. U mnie też jest ta krecha i ona mi się przydała przy mierzeniu dużych rzeczy (nie np. zarodników) za pomocą noniusza na stoliku krzyżowym. Zmierzysz tym sposobem (mniej więcej) obiekty mające powyżej 1mm długości. Ustawiasz sobie początek obiektu na kresce, odczytujesz wskazanie noniusza, przesuwasz do końca, ustawiasz na kresce, odczytujesz noniusza i odejmujesz. Działa lepiej niż np. suwmiarka! Sprawdziłem!

co do problemu podnoszących się do góry łapek do trzymania szkiełka przedmiotowego

1mm szkiełko to teraz standard i jest o.k.

mam sporo sprzętu w tym na dwóch stolików w denerwujący sposób "łapki idą do góry" i szkiełko pod nie wskakuje rujnując nerwy

jedyny spec we Wrocławiu zajmujący się naprawami mikroskopów zmarł bezpotomnie rok, czy dwa temu i nikt się tym nie zajmuje

namierzyłem kogoś w Legnicy kto być może się zna i potrafi
jak będę coś więcej wiedział na ten temat dam znac

narazie dla standardowych stolików przedmiotowych PZO radzę spróbować zmienić rostaw trzymadeł np. na większy (reguluje się przesuwem w ich prowadnicy, blokuje się wystającą śrubą, można też nieco słabiej docisnąć je tą śrubą)
na pewno to co opisuje wojton i Piotrek jest nie wporządku

spinmaster, fotki pod imersją jak najbardziej o.k.
to większe jaśniejsze na końcu zarodnika to pora rostkowa

Mam tę książkę:-))))))
Marku test z posuwem kondensatora zrobię jutro. Dokładnie wg wskazań:-)

pytania spinmastera co do powiększenia okularów x25 - jednym zdaniem "nie ma sensu"
szersze wyjaśnienie zwiększyło by obciążenie informacyjne dlatego narazie go oszczędzę :) chodzi o tzw. puste powiększenie

co do kreski na okularze o której piszesz i odpowiada wojton - ciekawe czy jest coś na ten temat w instrukcji? powinno być :)

Te łapki to jednak defekt mojego egzemplarza. Muszę używać szkiełek 2mm grubości. Kłopot w tym, że one nie "idą do góry". One są owszem, bardzo stabilne, jednak uniesione na wysokość ok. 1,5 mm nad stolik, stąd problem ze zbyt cienkimi szkiełkami. Ale OK, radzę sobie. Dziękuję Spinmasterowi i Markowi Adminowi za rozpoczęcie i prowadzenie tego wątku i poświęcenie mu tyle czasu, śledzę go z zapartym tchem, wychodzą tu identyczne problemy jakie mam i ja. PZDR i dobranoc.

P.S. Co do kreski - nie ma tego w instrukcji, sam to wymyśliłem, ale działa!

(wiadomość edytowana przez wojton 29.marca.2006)

co do wspomnianej książki to na str. 26 ostatnie zdanie nie jest prawdziwe, ale to bez większego znaczenia bo opis na sąsiedniej stronie "ustawianie oświetlenia metodą Koehlera" jest prawidłowy, ale do realizacji w nieuproszczonym mikroskopie z przysłoną polową (jak np. Biolar) lub lusterkowym z zewnętrzną lampą mikroskopową, z centrowaniem kondensora i regulacją położenia żarnika żarówki

na pewno nie w mikroskopach jakie dostają do rąk studenci na ćwiczeniach

pkt. 10 opisanej procedury w sumie nie ma sensu, bo centrowanie i ostrość obrazu żarnika ustawia się wygodniej w źrenicy wyjściowej obiektywu wg. procedury w pkt. 11

schemat budowy mikroskopu na str. 25 zresztą nie ujmuje regulacji wielkości przysłony polowej, co zdaje się być typowe dla uproszczonych konstrukcji oświetlaczy w tanich mikroskopach studenckich

skrypt oczywiście jak najbardziej godny polecenia, jest sporo ciekawych informacji, trochę pożytecznych rad do wyciągnięcia, jak to w skryptach obejmujących tak szeroką dziedzinę

odpowiedzi jak ustawić optymalnie oświetlenie w Studarze albo w mikroskopie jak wyżej w tym wątku, w tej książce nie znajdzie się :)

a dajcie zdjęcie tego stolika i trzymaków łapek w zbliżeniu - w końcu są jakoś mocowane do stolika i dlaczegoś się nad nim unoszą, bynajmniej nie na poduszcze magnetycznej :) - mgr inż. chyba sobie z tym poradzi jak poogląda ;), przynajmniej spróbuje

przyjrzałem się bliżej felernemu stolikowi u mnie i wydaj się że powodem jest pewna deformacja jednego z elementów mocujących łapki - ale nie chcę nic na siłę giąć - wolę pokazać to jeszcze specowi

Ja w sprawie tego momentu, w którym widać ostro i preparat i żarnik lub matówkę - donoszę, że w moim Studarze widac matówkę. Hm... zakurzoną....

Czy mam czyms jeszcze pokręcić?

Aniu dzięki

nadal nie mam recepty ale wiem trochę więcej

proszę o jeszcze taki, możliwie szybko, test:

1. obj. x10, ustawić ostro obraz preparatu (preparat nie za gęsty, kilka komórek w polu widzenia lub na jego skraju)

2. położyć na "porcie świetlnym" w podstawie (to ta wystająca soczewa w podstawie) coś nieprzeźroczystego aby przesłaniało +-połowę portu (może być np. kawałek kartki papieru

3. pojeździć kondensorem góra-dół tak aby złapać ostry obraz brzegu przysłony z pkt.2

pytanie: czy się da tak zrobić?
pytanie: na jakiej wysokości jest wtedy kondensor - b. blisko stolika-wysoko, b. nisko?
jak to się ma do normalnie przez Ciebie używanego ustawienia?

4. zdjąć przysłonę (z pkt.2) z portu świetlnego

5. wyjąć okular i zajrzeć "wgłąb" - następnie poruszać (otworzyć-przymykać) przysłoną aperturową (tą w kondensorze)

ważna jest technika patrzenia: trzeba jedno oko ustawić możliwie dokładnie w osi optycznej jednej tulei okularu (po wyjęciu tego okularu oczywiście) i patrzeć wgłąb
utrudnieniem obserwacji może być duży kontrast jasności pomiędzy świetłem obiektywu, ciemną tuleją obiektywu i nieznacznie oświetloną światłem rozproszonymi i odbitym górną powierzchnią przysłony aperturowej
jeśli masz możliwość regulacji napięcia na żarówce w mikroskopie to je zmniejsz, aby żarówka słabiej świeciła, to zmniejszy kontrast jasności


pytanie: czy w pewnym momencie widać w miarę ostro brzeg przysłony aperturowej hen głęboko w tubusie okularu

jeśli byłoby widać w źrenicy wyjściowej obiektywu przysłonę aperturową to możesz mieć takie widoki:

fotografie: widok przesłony aperturowej w żrenicy wyjściowej obiektywu, obserwowanej bezpośrednio wgłębi tubusu, po wyjęciu jednego z okularów


fot. 4521 przysłona aperturowa o rozwarciu większym niż apertura obiektywu (nie widać jej brzegu w źrenicy wyjściowej; zbyt silne rozwarcie; obraz preparatu będzie bardzo mało konstrastowy, nieczytelny

fot. 4519 przysłona aprturowa przymknięta do ok. 90% apertury obiektywu - jej brzeg widać w źrenicy wyjściowej obiektywu; obraz preparatu będzie obserwowany z maksymalną zdolnością rozdzielczą obiektywu, ale z drugiej strony głębia ostrości będzie minimalna i będzie bardzo mały kontrast jasności co może utrudniać czytelną obserwację preparatu



fot. 4522 przysłona aprturowa przymknięta do ok. 50% apertury obiektywu - jej brzeg widać w źrenicy wyjściowej obiektywu; zwykle przymknięcie do 2/3 apertury obiektyw (znaczy 2/3 światła obiektywu jest otwarte) uznaje się za optymalne dla większości obserwacji w oświetleniu wg. Koehlera; jest to zwykle optymalny kompromis pomiędzy zdolnością rozdzielczą obiektywu a kontrastem i głębią ostrości obrazu

fot. 4526 przysłona aprturowa przymknięta do ok. 30% apertury obiektywu, z reguły zbyt silne przymknięcie, dalsze zmniejszanie sprawi że obraz preparatu będzie przesadnie kontrastowy z artefaktami dyfrakcyjnymi, nieczytelny



------
a gdzie w Studarze jest ta matówka?
może ktoś na fotce może pokazać

(wiadomość edytowana przez marek 30.marca.2006)

1. Gdy ostra jest krawędź kartki - jest ciut nieostry preparat, widać jeszcze rozmytą bardziej matówkę (ona jest na soczewce portu (??). Kondensor jest wysoko (2mm poniżej preparatu) mniej więcej w takim polożeniu w jakim go ustawiam jak oglądam preparaty.

2. Brzeg przesłony aperturowej (hen daleko...) jest ostry od momentu, w jakim się pokaże - do momentu w jakim już nie da się przymknąć.

Zdjęcia jak przyniosę aparat z domu - czyli jutro?

Zamówione zdjęcia stolika i trzymaków.

co do trzymakow tosie nie bede zbytnio wypowiadal - istotnie sa one tak montowane (caly uklad przesuwu x/y)ze nie przesuwaja sie po powierzchni stolika a sa nad nim uniesione

czy mozna to zmienic? trzeba by odkrecic całość i zobaczyć, jest masa śrubek które trzymają do kupy różne lementy (podziałki, noniusze) tych można nie ruszać bo to i tak nic nie da

pass :)


a w dochodzeniu do optymalnego oświetlenie w mikroskopach typu "studenckiego" tj. z uproszczonym układem oświetlającym sukces - dzięki Ani - na GG siedząc przeprowadziliśmy testy on-line - z konkluzją, którą niebawem wyłożę

na początek główniejsze kroki i ustalenia jakie poczyniliśmy, w kolejnym poście będzie konkluzja i recepta (na sukces :) )

zapis akcji z GG, wytłuszczenia moje:

grzyby.pl (10:13)
aniu, ja w sprawie oświetlenia :)
[...]
czy matowka lezy na soczewie portu swietlnego tak ze mozna ja zdjac?
Anna Kujawa2 (10:49)
nie
trzeba by najpierw rozkręcic port - reka moja się nie da
grzyby.pl (10:50)
[ dotyczy testu opisanego wyżej 2006.03.30 10:10 ...]
ok matowke zostawiamy w spokoju, jest ok, to teraz bym prosil o jedno "dosprawdzenia"
po ustawieniu ostro tej kartki na porcie swietlnym, odjedz ciut-ciut kondensorem tak aby obraz matowki w preparacie nie przeszkadzal - kartka na porcie swietlnym moze byc nieostro wtedy, to nie ma wiekszego znaczenia

usun kartke

zerknij w tubus czy nadal mozesz obserwowac w miare ostro krawedz przyszlony aperturowej?
Anna Kujawa2 (10:55)
tak
grzyby.pl (10:58)
sprobuj teraz poogladac preparat (przy tak jak teraz ustawionej wysokosci kondensora)
ale z kontrola wielkosci przyslony aperturowej (sprawdzasz w tubusie)

- rozwartej ponad aperture obiektywu (nie widac jej brzegow)
- odslaniajacej 60% swiatla obiektywu
- przymknietej na maksa

i ocen w tych 3 przypadkach subiektywna jakosc obrazu na obj. 10x

oczywiscie mozesz tez zrobic cala procedure ustawiania na innym obiektywie ale to potem

Anna Kujawa2 (11:03)
rozwarte - obraz nieczytelny - za jasny - widzę słabo.
60% obraz chyba najlepszy -
max przymkniecie - według mnie traci w stosunku do tych 60%

Ale - to chyba tez zalezy od tego co się chce oglądać - jak chce oglądac kształt cystyd - wole domknąc przesłone - ja nią ruszam dośc często
a jak delikatne ziarnistości - to bardziej otwieram - ale nie za bardzo ;-)

grzyby.pl (11:03)
dokladnie tak
tam gdzie oglada sie kontury lepiej miec wieksza glebie ostrosci bo detale nieistotne

tam gdzi kluczowa jest rozdzielczosc - np. drobna ornametnacja zarodnikow - trzeba rezygnowac z kontrastu i glebi na rzecz rozdzielczosci

w kazdym przypadku rozwarcie apertury kondensora ponad aperture obiektywu szkodzi - chocby dlatego warto kontrolowac jej wielkosc w tubusie mikroskopu - tym bardziej ze to proste - wystarczy wyjac okular i zerknac do srodka
[...]
chcialbym abys jeszcze przecwiczyla ustawiania apertury kondensora to na x20 i x40 i podzielila sie wrazeniem
[...]
szczegolnie w przypadku x100 najpewniej nie wypelnisz rownomiernie swiatlem calej zrenicy wyjsciowej obiektywu - opisz jak bedzie

Anna Kujawa2 (11:24)
na 40X nie lapie obrazu matówki <beczy>

grzyby.pl (11:25)
matowka nam juz do niczego nie potrzebna
ma +-lapac brzeg kartki na porcie swietlenym

Anna Kujawa2 (11:27)
a wysokość kondensora? nie jest już istotna??

grzyby.pl (11:27)
jest istotna
[...]
ale bez przyslony polowej nie da sie jej okreslic (jaka jest optymalna)
ta kartka ma symulowac przyslone polowa
ale niekonicznie jest w miejscu gdzie bylaby przyslona polowa gdyby byla

innymi slowy ustaw wysokosc kondensora +-jak ci sie podoba

i zwroc uwage jedynie na wielkosc przyslony aperturowej w zrenicy wyjsciowej obiektywu

Anna Kujawa2 (11:31)
za jasna nie da się ustawić brzegu kartki ostrego nawert +/- - ustawiam kondensor tak, żeby było najostrezj jak sie da - b{jest znowu blisko preparatu}
i juz zaglądam w "głąb"

40X - rozwarta przesłona - podobnie jak przy 10x
100x - rozwarta - jakby nie do końca się rozwierała, ale według mnie idealnie równo sie rozkłada ta ciemniejsza obraczka na obwaodzie

grzyby.pl (11:36)
tak na x100 moze nie do konca (zrenicy) sie rozwierac
a jak wrazenia przy odpowiednio dla danego obiektywu przymknietych przyslonach?

Anna Kujawa2 (11:39)
na 40x najlepiej subiektywnie widze przy nieco bardziej domknietej niz 60%
[...]
tak samo jak przy pozostałych - najlepiej widze gdy (wypadkowa ostrośc obrazu/jasnośc obrazu/wyraźnoiśc szczegółów) jak jest przesłona przymknieta +/- 60%

kondensor w położeniu poprzednim - bez szans na zobaczenie matówki

grzyby.pl (12:01)
ok, to wystarczy
zrobilas naprawde dobra robote :)

konkluzja dotyczy procedury
optymalnego oświetlenie w mikroskopach typu "studenckiego" tj. z uproszczonym układem oświetlającym

uproszczonym tzn. bez przysłony polowej, bez możliwości centrowania kondensora i żródła światła i/lub bez możliwości określenia, patrząc w obiektyw, kiedy widziane jest źródło światła (bo po drodze od żarówki jest matówka)

Konkluzja 1:
Ustawienie oświetlenia wg. Koehlera wymaga ustawienia obrazu przysłony polowej w obrazie preparatu.
Ponieważ w rozważanej konstrukcji oświetlenia mikroskopu nie ma przysłony polowej, nie ma też możliwości ustawienia optymalnego oświetlenia wg. Koehlera.

Konkluzja 2:

wariant A: Ustawienie optymalnego "oświetlenia krytycznego" wymaga zobrazowania żródła światła (żarnika żarówki) w preparacie.
Jeśli jest niewyjmowalna matówka pomiędzy żarówką a kondensorem to nie możemy ustawić "oświetlenia krytycznego".
W takiej sytuacji ustawiamy kondensor w takiej odległości od preparatu jaka subiektywnie wydaje nam się optymalna, zwykle jest to bliżej niż dalej od preparatu

wariant B: jeśli nie ma matówki na drodze światła od żarówki do kondensora lub jest ona wyjmowalna, to bez matówki ustawiamy oświetlenie krytyczne przez takie podniesienie lub opuszczenie kondensora względem preparatu aby przy obserwacji przez okulary uzyskać zogniskowany, ostry obraz żarnika nakładający się na ostry obraz preparatu, dla wygodnej obserwacji (równomiernego oświetlenia pola obserwacji) wprowadzamy następnie matówkę w drogę światła lub rozogniskowujemy nieco obraz włókna żarnika

Konkluzja 3: (najważniejsza)
niezależnie od odstępstwa od optymalnego ustawienia odległości kondensora od preparatu mamy możliwość oglądania (w żrednicy wyjściowej obiektywy) i regulacji (przysłoną irysową przy kondensorze) wielkości przysłony aperturowej kondensora względem apertury obiektywu

optymalna wielkość przysłony kondensorowej zależy od rodzaju obserwowanego obiektu; jednak zawsze przekroczenie apertury użytego obiektywu lub nadmierne przymknięcie apertury (poniżej ok. 30% źrenicy wyjściowej obiektywu) jest szkodliwe dla jakości obrazu, choć z odmiennych powodów

koniec, będę spał spokojniej

stosowny artykuły, uporządkowane i obficie ilustrowane, o ustawianiu oświetlenia w mikroskopach z uproszczonym układem oświetlającym i ustawianiu ściśle wg. Koehlera
pojawią się niebawem na grzyby.pl o czym dam stosowną notatkę w tym miejscu

bardzo dziękuję wszystkim za pomoc w dochodzeniu

oczywiście wszelkie pytania i uwagi nadal bardzo mile widziane, bo to pozwala doprecyzować wykład i zwraca uwagi na niejasne momenty

KROK PIĄTY (RADOSNY) - PREPARAT Z ŻYWYCH GRZYBÓW

Pozyskałem sobie świeżą płomiennicę zimową. Korzystająć ze wszystkich wcześniejszych doświadczeń przygotowałem preparat. Odciąłem skalpelem ostrze blaszki najcieniej jak się dało. Szybko się okazało, że i tak za grubo. To co w końcu zrobiłem trudno nazwać odcinaniem -bardziej było to skrobanie. Ale efekt jakiś był. Znalazłem zarodniki które "wysypały się" z grzybka, kilka podstawek na których "siedziały" po cztery zarodniki, oraz masę jakichś strzępek.
Tu problem podstawowy to zrobienie cienkiego preparatu - są na to jakies knify? A ogólnie o czym muszę wiedzieć, robiąc preparat ze świeżej blaszki i co prócz podstawek i zarodników mogę tam znaleźć? Co spieprzyłem - według zdjęć, albo co mogłem zrobić lepiej. Ale najważniejsze, że zaczęło się robić ciekawie - dzięki Wam wszystkim, a przede wszystkim Markowi - zaczynam wierzyć, ze może jeszcze będzie ze mnie mikroskopowicz :-)))

KROK SZÓSTY (WYZWANIE) - PREPARAT Z WORKOWCA

Mimo że moje "zmikroskopowanie" płomiennicy pewnie jest nic nie warte tak bardzo mi sie spodobało, że szybko chciałem jeszcze. Udałem sie do pobliskiego lasu i pozyskałem miniaturowego workowca (chyba) To jeden z tych grzybków na które w myślach mówię "Pimpkowe Glutki". O ile z płomiennicą - jej blaszkami - jeszcze wiedziałem co zrobić, o tyle glutek przerósł mnie całkowicie. Odskrobałem z niego co nieco i zobaczyłem to co poniżej.
Zestaw pytań i problemów taki sam jak w przypadku płomiennicy.

No właśnie miałem Ci doradzić abyś wrzucił pod mikroskop kawałek workowca - bo preparat robi się trywialnie (skrawek ok 1mm kwadrat rozciapkac i już
a wygląda nieraz b. ciekawie

to co znalazłeś to raczej nie workowiec :)

chciałem też doradzić że może warto wrzucić pod mikroskop kawałek blaszki z eksykatu grzybka którego umieściłeś na samym początku tego postu

może mieć ciekawe cystystydy z dużą krystaliczną zawartością, co ładnie się obserwuje
coś w rodzaju jak tu:
www.grzyby.pl/foto/znalezisko-19990926.12.99.htm

jakbyś popróbował oddzielnie określić gdzie widzisz ostrze a gdzie boczną powierzchnię blaszki to plus rozmiar zarodników mogło by już pozwolić na identyfikację gatunku
retikulę i szkiełko mikrometryczne wyślę w poniedziałek priorytetem, tak że będziesz ją miał we wtorek/środe

lecę spać

Tomku, to nie są workowce, tylko "denerwowacze", po które człowiek zawsze się schyla właśnie myśląc, że to workowce :)

Marku, za pozwoleniem, rozciapanie 1mm kwardatowego umożliwi tylko zaobserwowanie worków, parafiz i zarodników, a to w/g nowych kluczy zwracających uwagę na wiele innych żeczy - nie zawsze wystarczy. Przykładowo Hymenoscyphus różni się od Cyathicula brakiem żelu i kryształków na zewnątrz (ectal excipulum) i tak dalej.... ale prawdą jest że do obserwacji tych trzech wspomnianych wyżej spraw workowce są wygodniejsze niż podstawczaki a w wielu przypadkach to już wystarczy... ale to było już lekko OFF TOPIC.

Ania ratuj!

Wiesz, nie chciałem straszyć Tomka tak od początku :)

Witam,

Sprawa z łapkami w stoliku krzyżowym się rozwiązała, więc juz kończę zawracać głowę tym tematem. Okazało sie mianowicie, że mój mikroskop jest fabrycznie uszkodzony i firma która mi go sprzedała poleciła przysłać go sobie do naprawy gwarancyjnej. Jeżeli kogoś będzie to interesowało to po zakończeniu tej procedury gwarancyjnej opiszę jak zostałem potraktowany przez tą firmę (dobrze czy źle) i ewentualnie polecę bądź nie robienie tam zakupów mikroskopowych. Pozdrawiam

Marku, jasne, wyskoczyłem jak Filim from De Konopija.

Michał - czekamy z niecierpliwością!

Preparat ze świeżej blaszki - może Marek wynalazł jakąś domową metodę do mikroskrawków, ale najczęściej i najprościej (??) blaszkę obserwuje się tak:
Scinasz fragment ostrza blaszki - do obserwacji podstawek i ewntualnych cystyd (cheilocystydy). Żyletką, tuż przy brzegu. Do obserwacji ściany blaszki (i kolejnych ewentualnych cystyd - pleurocystydy) robisz przekroje poprzeczne - żyletką - za którymś razem uzyskasz fragment (bo nie cały 'plasterek", ktory będzie odpowiednio cienki i będą wyraźnie widoczne poszczególne elmenty blaszki. Z cech kluczowych - najczęściej obserwuje się:
- kształt i wielkość podstawek, liczbę sterygm.
- kształt, wielkośc, rodzaj wypełnienia cystyd
Czyli w obrazie najbardziej interesują Cię - ostrze i ściana blaszki (stwierdzenie obecności lub nieobecności cystyd) i podstawki.

(wiadomość edytowana przez Ania 31.marca.2006)

Pomarańczowe grudki - któryś z łzawników chyba ;-))

Może najpierw pooglądaj "normalne blaszkowce"??

A workowce? Workowce, to jak wspomniał Pimpek - odrębny świat z kilkoma "dnami". Na początek - żeby sie zorientować jak są zbudowane i co trzeba zaobserwowac koniecznie, a co mniej koniecznie - mozesz spokojnie popatrzeć na maleńki fragment byle jakiego workowca (pod olchą masz teraz co najmniej dwa gatunki - pogrzeb patykiem wśród olchowych liści :-)) U workowców przede wszystkim trzeba nauczyc sie rozpoznawać worki i parafizy (nieplodne , długie strzępki zlokalizowane pomiedzy workami. Nauczyć się odróżniać młode worki od parafiz, a potem ... a potem jeszcze ho..ho.. :-)))

Dzięki serdeczne za rady i pomoc:-)))
Na tym etapie już nie istnieje możliwość "przestraszenia" mnie czekajacą mnie dłuuuugą drogą. Wręcz przeciwnie - dopiero teraz zapaliłem. Do tego stopnia, że siłą trzeba mnie odrywac od mikroskopu.

Następny krok mikroskopowy - dla mnie bardzo ważny, bo w szafce czeka kilkadziesiąt suszek do oznaczenia, to PREPARAT Z SUSZKA. Niech to na początek będą blaszki, albo może rurki? Próbowałem na własną rękę - dokładnie tak jak ze świeżą blaszką i totalna porażka. Tak więc "step by step" ciąg dalszy...

Tutaj jest pomocne urządzenie dla tych co mają kłopoty z grubością preparatu, a nie korzystają z mikroskopu stereoskopowego:
http://www.ecotone.pl/?id_dz=46&id_kat=167&id=562

eeee, zapytam się czy ktoś ma jakieś praktyczne doświadczenia z wykonywaniem np. przekrojow poprzecznych tym (lub innym) tzw. hand-held-microtome ???

bo jeśli nie to ja podzielę się moimi dotychczasowymi doświadczeniami z moim domowej roboty podobnym urzadzeniam

krótko mowiąc lepiej sobie darować, problemem jest odpowiednie mocowanie wiotkiej z natury blaszki lub sk, kapelusza - w rdzeniu bzowym, kartoflu itd. bo wyłazi blaszka z mocowania, bo nierówno się wysuwa cale mocowanie z blaszką z otworu mikrotomu, bo sprężynuje a nóż farfocli materiał, bo trudno zamonotować materiał w otworze mikrotomu, itd.

czyli tego rodzaju mikrotom, z mocowaniem materiału w rdzeniu bzowym dla blaszek i sk. kap. nie za bardzo się sprawdza (jeśli chce się zrobić skrawek 10-30 mikrometrów

nie jest to moja ostatnia konkluzja, może robię coś nie tak, może można inaczej
ostatnio w I tomie Porosty Motyki znalazłem jego opis metody robienia cienkich przekrojów z mocowaniem do mikrotomowania w parafinie, co ważne, nieodwadnianego materiału
nadal jest to stosunkowo pracochłonne jeśli miało by być rutynową czynnością, ale w specjalnych przypadkach wyglądało obiecująco,
kiedyś spróbuję to sprawdzić

cięcie żyletką "z ręki" blaszki mocowanej w rdzeniu bzowym dawało mi też b. dobre efekty (bez użycia lupy binokularnej) ale uznałem za kłopotliwe (trzeba potem wygrzebywać z "masy bzowej") i mało efektywne

wszystko powyższe piszę w kontekście mikrofotografii gdzie udane, cienkie przekroje są nieocenionym ułatwieniem przy robieniu perfekcyjnych fotografii

--

przy oznaczaniu ocznym ujdą i bardziej kluftowate preparaty (jak ma się już wprawę w interpretacji co się widzi)

uważam że nie ma co wytaczać armaty na wróbla -
dla oznaczania gatunków efektywniej jest robić przekroje blaszki żyletką tak jak Ania piszę o 11:03, wygodniej robić to pod mikroskopem stereoskopowym, ale i bez nie ma większego problemu po kilku próbach

Kolejny wieczór nie udało mi sie zrobić preparatu z suszka:-))) Czy grzyba przedtem się w czymś moczy? Jak ściąć cienki skrawek z blaszki która kruszy się nawet jak na nią zaledwie spojrzę?

Chyba musisz ciut więcej napisać na temat jak do tego podchodzisz - i gdzie jest problem.
Jeśli próbujesz robić skrawek z suchej blaszki to efekt jest prawidłowy (choć negatywny) jak piszesz - po prostu kruszy się.

Jeśli suszek jest bardzo kruchy to należy przed robieniem czegokolwiek najpierw zwilżyć grzybka kropla, dwoma, trzema (ile trzeba) wody, wtedy będzie elastyczny przy odrawaniu.

Względnie możesz ukruszyć kawałek kapelusza/blaszki i umieścić to w kropli wody. Po kilkunastu sekundach/minucie nawilża się, rozprostowuje i można wyciągnąć, wyciąć, rozprostować to co potrzebne.

Przebiesz przy tym najlepiej w jedej ręce igła preparacyjna, w drugie ułamana połówka żyletki. Albo dwoma igłami preparacyjnymi.

Napisz więcej w czym konkretnie jest problem. Jeśli jeszcze będzie.

To może taki jeden okruszek z ostrzem blaszki wyselekcjonujesz (np. pod lupą) i wrzucisz do kropelki 5% KOH ? Coś powinno się dać wtedy zaobserwować po nieznacznym rozpłaszczeniu szkiełkiem nakrywkowym:-). Już kiedyś Marek pisał o tym jak Ania wypuściła go z tym dociskaniem szkiełka:-) Miał potem porozrywane podstawki i miazgę ogólną niezdatną do obserwacji. Fajnie i bardzo precyzyjnie można to dociśnięcie preparatu wykonać pod mikroskopem streoskopowym. Widać wtedy czy nasz skrawek dobrze się ułożył między szkiełkami czy pozwijał i delikatnie manipulijąc / poruszając szkiełkiem za pomocy igły preparacyjnej można nadać mu pożądany kształt łatwy potem w obserwacji.

W sumie przed krojeniem można poddać grzybka nawilżeniu - np. z ogrodniczego rozpylacza, ale moim zdaniem to nie ułatwia lecz utrudnia zrobienie preparatu - klei się to potem do żyletki i rozpapruje, pfe! Nawilżania w przypadku blaszkowych bym nie polecał za to do niektórych Dacrymycetaceae, Tremellaceae i Polyporaceae można zastosować. Podpytaj Pimpka czy nawilża swoje workowce. Ja czasami zwilżałem np. niektóre Pyrenomycetes.

Tu chyba problemem było połączenie dwóch etapów w jeden.

Po drodze od suszka do gotowego preparatu jest:

A. pobranie fragmentu grzyba do robienia preparatu (to można na sucho),
jeśli jest to suszek blaszkowego, z podwiniętym w wyniku suszenia kapeluszem, trudno się dostać bezpośrednio na suszku do blaszek - z tego względu często wykrajam po promieniu (jak z tortu) kawałek kapelusza, z kilkoma blaszkami - i dopiero z tego kawałka pobieram kawałki blaszek, albo na sucho, albo już w kropli wody/KOH jak w pkt. B

B. uzyskania właściwego skrawka do oglądania (wykonanie przekroju poprzecznego, wykonanie wykroju kawałka blaszki z ostrzem)

krok B. osobiście robię w kropli wody (lub kilkuprocentowego KOH) zwykle już na szkiełku przedmiotowym

wygodne jest często "ścienienie/spłaszczenie" kropli przez zebranie części wody lub rozprowadzenie na większej powiechni. W wypukłej kropli wody, przy zanużaniu żyletki do robienia przekroju lub igły preparacyjnej celem uchwycenia skrawka, powstają z uwagi na napięcie powierzchniowe, silne prądy i skrawki lubią uciekać na boki, co z początku było dla mnie szalenie irytujące :)
w cienkiem warstewce wody nie ma problemu z przesuwaniem się skrawków przy manipulacji

C. przed położeniem szkiełka nakrywkowego usuwa się zbędne fragmenty (np. przesuwając je igłą na brzeg szkiełka podstawowego)

"problem zanieczyszczenia mikro-skałami" :)

o ile grzybek był zabrudzony piaskiem/ziemią to należy w tym kroku poodsuwać na brzeg szkiełka skalne "kamyczki" - inaczej szkiełko nakrywkowe nie przylegnie, a przy docisku pęknie

można też przy silnym zanieczyszczeniu "mikro-skałami" przenieść skrawki do innej kropli na innym szkiełku przedmiotowym

jeśli przenosimy skrawki z kropli do kropli to robimy to igłą preparacyjną - w pierwszej kropli skrawek musi przylgnąć do igły - zwykle łatwiej gdy ją osuszymy papierem, pomaga nagarnianie drugą igłą, pod mikroskopem stereoskopowym - po dotknięciu drugiej kropli skrawek zwykle sam się odłącza (zeskakuje)

W końcu się udało. Zrobiłem jaki taki preparat z suchego grzyba.W zasadzie wcześniej robiłem to co napisaliście, ale.... Brak wiary w słuszność działań - taka swoista psychofizyka negatywna - zabiła tu wszelką efektywność, że o satysfakcji juz nie wspomnę. Natomiast kiedy przeczytałem że Marek i Darek tak radzą.... poszło zdecydowanie lepiej:-)))) Tak rodzi się instytucja Guru....:-))
Wygodniej robiło mi się preparat z blaszki nieco zawilgoconej. Całkiem sucha - rozłozyła mnie na łopatki. Nie potrafiłem z niej wyciąć nic. Mocno namoczona - to jak napisał Darek - pfe!!! I miał rację:-))) Po zroszeniu kawałka grzyba wyciętego a'la Marek jest taki moment kiedy blaszki nabierają swoistej sprężystości i łatwo je obrabiać. Ważne okazało się również narzędzie. Wydawało mi sie, że dobry będzie tu profesjonalny skalpel chirurgiczny ale się myliłem. Skalpel jest wprawdzie diabelsko ostry, lae stosunkowo gruby i trudno wyciać nim odpowiedni kawałek. Żyletka była juz zdecydowanie lepsza, natomiast bezwzględnie najlepszy okazał się - przynajmniej w moim wypadku - nożyk wyjęty z jednorazowej maszynki do golenia Wilkinson. Nożyk osadziłem na naprędce wystruganej z patyczka rączce i tnie się tym aż miło.
W ostatnim suszku naoglądałem się zarodników i podstawek. Tak więc podstawa do dalszego rozwoju jest.
Następnym krokiem jaki chciałbym poczynić jest zapoznanie się z cystydami. W związku z tym czy ogląda się je tak samo jak to co robiłem do tej pory, czy wchodzi tu jakiś nowy element - knif. A najwazniejsze - JAKI GATUNEK grzyba pozwoli na w miarę łatwe zapoznanie się z obiektem?

Fajne i łatwe do zaobsewowania cystydy (metuloidy) mają Inocybe (w większości gatunków). Możesz też spróbować z Pluteus lub Galerina, a z grzybków, które już niedługo bedzie można znaleźć w lesie to Strobilurus i Tubaria (Pimpek już jedną namierzył:-)

Witam,
jestem tu po raz pierwszy. Grzybami się mało interesuję, bardziej mikroskopami, ale chciałbym spytać o wyjaśnienie dziwnej dla mnie sprawy. Kiedyś zabrałem do domu hubę z drzewa. Może nieładnie zrobiłem, ale było to drzewo rosnące w mieście na osiedlu. W domu leżała w pokoju na szafce, po kilku miesiącach była sucha jak pieprz, demonstrowałem jak sie kiedyś przechowywało żarzącą się hubkę i dalej leżała.
Aż tu pewnego dnia zaczął z szafki sypać się proszek... Okazało się że ten proszek to malutkie żuczki (długości chyba poniżej milimetra). A z huby pozostało tylko trochę proszku, bardzo minimalna ilość! Skąd się wzięły te żuczki? Czy były ich jakieś przetrwalniki w hubie od początku? Jeżeli tak, to dlaczego tak długo czekały na "wyklucie się"? W domu żadnych "takich" nie ma...

Ale się zaszyłeś z tym pierwszym postem!
W zebranych hubach znajdują się zazwyczaj jaja owadów. Po zabraniu do domu, z jaj wykluwają się larwy, odżywiają się strzępkami budującymi owocnik i "przerabiają je na proszek". Potem z larw "robią się" poczwarki i po pewnym czasie przeobrażają w "żuczki". Taki jest cykl rozwojowy większości owadów. I one nie tyle "długo czekały na wyklucie", co normalnie tyle to trwa.
:-)

Dziękuję bardzo za szybką odpowiedź :-) Ja dopiero dzisiaj tu zajrzałem.
Przeczytałem o problemach z utrzymaniem cienkich szkiełek podstawkowych w niektórych mikroskopach. Najprostsze i świetne rozwiązanie, przy którym nie ma możliwości nic zniszczyć, to po odkręceniu urządzenia z łapkami podkleić od spodu blaszki odpowiedniej grubości, choćby cyjanopanem (kropelką). Jak się dokładnie zmierzy odstęp i da blaszkę odpowiedniej grubości to można wówczas używać szkiełek grubości nawet 1/3 mm (o ile takie istnieją), bez obawy porysowania stolika.

Kiedyś czytałam ten wątek, ponownie czytam i bardzo dziękuję, że jest :-)
Pokonując kolejne progi i etapy, szukając rozwiązań do problemów można się tu tyle dowiedzieć, świetnie, że jest taki wątek :-)

Na bio-forum jest tyle różnych perełek, "że głowa mała" ;-)

to prawda :-)